XV Международная студенческая научная конференция Студенческий научный форум - 2023

Введение

Арктический бассейн является уникальным регионом со своеобразными природными условиями и живыми организмами. Наличие ледового покрова и полярной ночи значительно ограничивают период, благоприятный для первичного продуцирования органического вещества гидробионтами и развития трофических сетей. Наземные и морские экосистемы развиваются в экстремальных условиях, отличающихся низкими температурами среды и видовым разнообразием. В результате морские экосистемы здесь наиболее чувствительны и уязвимы к любому внешнему воздействию [1]. Именно поэтому в арктических экосистемах существует необходимость совершенствования и развития системы диагностического и прогностического мониторинга водных объектов для получения количественных показателей, характеризующих специфику, источник, степень и масштаб воздействия, и ответную реакцию отдельных организмов и природных экосистем в целом на оказанные воздействия [2]. Эксперименты по влиянию загрязняющих веществ на морские организмы являются одними из ключевых составляющих биомониторинга и оценки последствий попадания этих веществ в окружающую среду. Таким образом, совершенствование стандартов и разработка новых методик для биомониторинга экологически значимых видов является важной проблемой экотоксикологии [3].

Наиболее репрезентативным объектом (биологической мишенью) токсических экспериментов был выбран зоопланктон, а именно – веслоногие ракообразные (лат., Copepoda). Оценка воздействия на копепод представляет большой научный интерес, поскольку они играют значительную роль в водных экосистемах и экологии в целом. Эти организмы имею наибольшую биомассу среди всех гидробионтов и занимают первое место в доле производства вторичной продукции водоемов. Также, копеподы занимают важное место в трофической цепи – они являются консументами первого порядка в водных экосистемах и основными потребителями фитопланктона с одной стороны, а с другой стороны служат основной пищей для других гидробионтов [4].

В русскоязычной литературе практически не встречается работ по токсикологическому воздействию на биологические или экологические мишени в данном регионе и на арктические экосистемы в целом. Однако, в англоязычной литературе токсические эксперименты с копеподами получили широкое распространение [5,6,7].

Материалы и методы исследования

Объектом исследования при проведении экспериментов стала бентосная копепода из отряда гарпактикоидов – Nitocra lacustris. Все эксперименты были выполнены на базе лаборатории полярных исследований им. О.Ю. Шмидта Арктического и Антарктического научно-исследовательского института (ААНИИ).

На данном этапе первым автором разработана методика проведения токсикологических экспериментов по внешнему воздействию на копепод. Проведение одного лабораторного эксперимента занимает достаточно большое количество времени и состоит из нескольких этапов (табл. 1).

Таблица 1

Методика проведения токсикологического эксперимента с копеподами

№, п\п	Название этапа	Время выполнения	Необходимое оборудование
1	Проверка копепод на наличие достаточного кол-ва самок	1 день	Бинокуляр
2	Подготовка пищи в виде диатомовых водорослей	1-2 недели	Лабораторная посуда, микроскоп, магнитная мешалка, дозаторы, морская вода (или её эквивалент)
3	Отбор самок в контейнеры	1-2 дня	Контейнеры с ячейками, дозаторы, бинокуляр
4	Подготовка раствора токсиканта, и добавление необходимой концентрации в контейнеры	1 час	Лабораторная посуда (емкости для раствора), токсикант, дозаторы
5	Наблюдение за копеподами (подсчет науплиусов и копеподитов)	От нескольких дней до нескольких месяцев или больше	Бинокуляр
6	Обработка и визуализация результатов	2-3 дня	Компьютер и необходимое ПО

После начальных приготовлений следует этап отбора самок с яйцевидными мешками в специальные контейнеры, где они будут находиться все время эксперимента. Каждый контейнер представлен 6 чашками Петри, и их количество определяется целями эксперимента (например, сколько различных концентраций токсиканта следует рассмотреть). Кроме этого, всегда должен быть один контейнер с контрольной группой, на которую не будет оказано воздействие токсического вещества. В каждую ячейку контейнера помещалось по 3 самки с яйцевидными мешками.

В данной серии экспериментов было необходимо изучить оценку воздействия пестицидов на арктическую экосистему. В качестве токсиканта был выбран дихлофос, поскольку в его составе содержится циперметрин – соединение, широко применяющееся в инсектицидах в аквакультуре для борьбы с рыбными паразитами, тем самым попадая в окружающую водную среду. Таким образом, важно проследить его токсическое воздействие на низшие уровни трофической цепи.

Следующий этап – наблюдение за развитием копепод. Время этого этапа зависит от целей исследований. В данной работе основная задача экспериментов – проследить, смогут ли самки Nitocra при определенной концентрации токсиканта дать потомство, которое доживет до стадии самок и само сможет произвести уже следующее поколение копепод.

Наблюдение за копеподами производилось раз в 2 дня под бинокуляром и заключалось в следующем:

Осмотре состояния самок;

Подсчете количества науплиусов (планктонная личинка копепод);

Подсчете количества копеподитов (переходная стадия от личинки к взрослой особи);

Регистрации температуры воды в день наблюдения с помощью термометра;

Записи результатов наблюдения в лабораторный журнал.

Результаты исследования и их обсуждение

Традиционно при исследовании загрязнения водной среды нормальное её функционирование возможно лишь при непревышении т.н. ПДЭН (предельно допустимой экологической нагрузки). В качестве ПДЭН рекомендуется выбирать биологически допустимый (толерантный) для гидробионтов диапазон концентраций токсикантов в воде, в пределах которого организмы, их сообщества и популяции располагают возможностями оптимальной реализации своих физиологических, экологических и других функций. Критическими считаются такие концентрации загрязняющих веществ (ЗВ), при которых даже небольшое дополнительное воздействие может привести к необратимому изменению биологического процесса, выбранного в качестве экологической "мишени". Токсичной (ингибирующей) концентрацией считается такая концентрация токсиканта, при которой относительные (по сравнению с контролем) значения роста (плодовитости, скорости деления, фотосинтеза и др.) достоверно снижаются более чем на 50 % от соответствующих показателей в контрольном варианте в опытах длительностью не менее 2-4 суток. К пороговым относятся концентрации, которые изменяют аналогичные показатели в пределах до 50 %, в т.н. хронических опытах, длительность которых соизмерима с продолжительностью жизненного цикла. Максимально недействующей (подпороговой) концентрацией (МНК) принимается такая концентрация, при которой основные показатели жизнедеятельности организмов в хроническихопытах отклоняются не более чем на 25 % от контроля [8,9].

Следуя существующим рекомендациям, было проведено 3 токсикологических лабораторных эксперимента. Первый эксперимент был начат 29 сентября 2022 года, в этот день самки копепод были пересажены в экспериментальные контейнеры. На 6 день (4 октября) был добавлен токсикант. Начальные концентрации токсиканта составляли 0.1 мг/л, 0.5 мг/л и 1 мг/л соответственно. Результаты эксперимента представлены на рисунке 1.

 

В

Г

Б

А

Рис. 1. Результаты первого эксперимента (29.09.22-11.10.22). А – контрольная группа; Б – группа с концентрацией токсиканта 0.1 мг/л; В – группа с концентрацией токсиканта 0.5 мг/л; Г – группа с концентрацией токсиканта 1 мг/л;

Таким образом, до добавления токсиканта все группы развивались в нормальном состоянии, однако после воздействия на них жизнедеятельность самок и уже родившихся науплиусов снизилась до нуля. Они все еще подавали признаки жизни (двигали сегментами тела), но были парализованы и вероятно, не могли питаться. Стоит отметить, что в контейнерах с токсикантом было замечено много родившихся науплиусов, однако они все быстро погибали.

В итоге, во всех трех контейнерах в эксперименте с нагрузкой все особи погибли через неделю после добавления токсиканта (11 октября). Контрольная группа продолжала активно развиваться.

Второй эксперимент был проведен с уменьшением концентраций токсиканта в 10 раз. Первый день эксперимента – 1.12.2022. Токсикант был добавлен на второй день (2.12.2022). Экспериментальных контейнеров было уже 3 – контрольная группа и 2 группы с концентрацией токсиканта 0.05 мг/л и 0.01 мг/л соответственно. Результаты представлены ниже (рис. 2).

 

Б

В

А

Рис. 2. Результаты второго эксперимента (1.12.2022-19.12.2022). А – контрольная группа; Б – группа с концентрацией токсиканта 0.05 мг/л; В – группа с концентрацией токсиканта 0.01 мг/л

Как видно из рисунка 2, численность науплиусов в контейнерах начала сильно снижаться к концу эксперимента. Впоследствии все особи, включая самок, погибли. Они также были парализованы и не могли продолжать свою жизнедеятельность.

Для третьего эксперимента концентрации токсиканта были снижены в два раза по сравнению со вторым экспериментом и составили 0.025 мг/л и 0.005 мг/л соответственно. Первый день эксперимента – 13.02.2023. Токсикант был добавлен на третий день (15.02.2023). Результаты самого эксперимента представлены ниже (рис. 3).

 

А

 

В

Б

Рис. 3. Результаты третьего эксперимента (13.02.2023-13.03.2023). А – контрольная группа; Б – группа с концентрацией токсиканта 0.005 мг/л; В – группа с концентрацией токсиканта 0.025 мг/л

Третий эксперимент принес наиболее значимые результаты. Из рисунка видно, что группа с концентрацией 0.025 мг/л вся погибла. В тоже время контрольная группа и группа с наименьшей нагрузкой продолжали активно развиваться. Эксперимент продлился более месяца, однако подсчет науплиусов был остановлен 13 марта, так как дальнейший подсчет не представлялся возможным из-за значительного количества родившихся личинок.

На рисунке 3Б видно, что с 20 по 27 февраля происходило снижение количества науплиусов, вероятно связанное с влиянием токсиканта. В целом по визуальным наблюдениям была замечена более низкая активность в группе с нагрузкой в первой половине эксперимента. Однако, самки уже не были парализованы и могли нормально перемещаться, питаться и производить потомство. Были также замечены смерти науплиусов (около 30% от общего количества) в первой половине эксперимента.

Также в ходе третьего эксперимента особи доросли до стадий копеподит (рис. 4), а затем некоторые из них до стадий самок и также смогли производить потомство.

Рис. 4. Абсолютное количество копеподитов в контрольной группе (синие столбцы) и в группе с концентрацией токсиканта 0.005 мг/л (красные столбцы)

Из диаграммы видно, что к началу появления копеподитов, их количество в контрольной группе было в 2 раза больше (3.03 и 6.03). К концу эксперимента их число выровнялось, что скорее всего может быть связано с улетучиванием токсиканта из воды.

Заключение

В результате исследования разработана методика по подготовке и проведению лабораторного токсикологического эксперимента с биологической мишенью, распространенной в арктических экосистемах. Выполнена серия из трех экспериментов с колонией копепод Nitocra lacustris. На основе статистического анализа полученных результатов было оценено влияние дихлофоса на зоопланктон и выявлены критические концентрации токсиканта в воде. При концентрации 0.01 мг/л и выше все особи без исключения погибали, при этом чем выше концентрация, тем процесс гибели наступал быстрее. При концентрации 0.005 мг/л было замечено некоторое влияние на копепод, однако колония продолжала активно развиваться – личинки достигли половозрелой стадии и смогли сами производить потомство. Эта концентрация отнесена нами к эффективной концентрации (EC), при которой организмы начинают реагировать на наличие токсиканта в воде.

Следующими этапами работы будет выявление критических концентраций токсиканта, рекомендованных для получения токсичных, пороговых, максимально недействующих (подпороговых) концентраций токсикантов с дополнительным учетом рисков попадания загрязняющих веществ в водную среду. Оценка влияния токсиканта на экосистему в целом будет выполняться с привлечением возможностей имитационного моделирования водных экосистем (модель AQUATOX) и концентраций токсикантов, определенных в экспериментах с Nitocra lacustris.

Список литературы

Dmitriev, V. V., Terleev, V. V., Nikonorov, A. O., Ogurtsov, A. N., Osipov, A. G., Sergeyev, Y. N., Kulesh, V. P., Fedorova, I. V. (2020). Global Evaluation of the Status and Sustainability of Terrestrial Landscapes and Water Bodies. LandscapeModellingandDecisionSupport, 231–253. doi:10.1007/978-3-030-37421-1_12

Архипов Д.Э., Едемский К.Е., Кожевникова С.И., Дмитриев В.В. Развитие мониторинга водных объектов на основе интегральной оценки экологического статуса и моделирования экологических функций // European Journal of Natural History. – 2022. – № 2. – С. 31-37

Raisuddin S, Kwok KWH, Leung KMY, Schlenk D, Lee J. 2007. The copepod Tigriopus: A promising marine model organism for ecotoxicology and environmental genomics // Aquat Toxicol 83:161–173.

Жирков И.А. Биогеография. Общая и частная: суши, моря и континентальных водоёмов. М.: Т-во научных изданий КМК. 2016. 566 с.

Rachel S. Lasley-Rasher, Kathryn Nagel, Aakanksha Angra, and Jeannette Yen. Intoxicated copepods: ingesting toxic phytoplankton leads to risky behavior // Proc. Biol. Sci. 2016 Apr 27; 283(1829): 20160176.

Koski, M.; Stedmon, C.; Trapp, S. Ecological effects of scrubber water discharge on coastal plankton: Potential synergistic effects of contaminants reduce survival and feeding of the copepod Acartia tonsa // Mar. Environ. Res. 2017, 129, 374−385.

Peter Thor, Maria E. Granberg, Hulda Winnes, and Kerstin Magnusson. Severe Toxic Effects on Pelagic Copepods from Maritime Exhaust Gas Scrubber Effluents // Environmental Science & Technology – 2021 – 55 (9), 5826-5835.

Израэль Ю.А., Цыбань А.В.Антропогенная экология океана. Л.: Гидрометеоиздат, 1989, 528 с.

Исидоров В.А. Экологическая химия: учебное пособие для вузов // Санкт-Петербург: ХИМИЗДАТ, 2022. — 304 c. — ISBN 978-5-93808-390-5. — Текст: электронный // IPR SMART: [сайт]. — URL: https://www.iprbookshop.ru/122440.html (дата обращения: 28.04.2023).

Код для цитирования: Скопировать