XI Международная студенческая научная конференция Студенческий научный форум - 2019

Актуальность и практическая значимость работы. Случная болезнь лошадей (дурина) инвазионная болезнь лошадей, ослов, мулов, протекает преимущественно хронически. Возбудитель — Trypanosoma equiperdum. По данным МЭБ, случную болезнь, вызываемую T. еquiperdum, регистрируют в Южной Африке, на юге Запад ной Европы, в Южной Америке, КНР, Среднем Востоке, Средней Азии (Киргизии, Узбекистане) и в России (Сибири). У лошадей случная болезнь протекает наиболее тяжело с высоким уровнем смертности (30…50 %) [12].

Трипаносомозы лошадей и верблюдов по данным ряда исследователей имеют широкое распространение в Казахстане, наносят значительный экономический ущерб, препятствуют развитию племенного дела в коневодстве [1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11].

Несмотря на большие усилия научных и практических работников, результаты борьбы с трипаносомозом лошадей во многих случаях остаются неудовлетворительными [9, 12, 13].

Одной из главных причин такого положения является несовершенность методов диагностики болезни. Диагностика является основным звеном в цепи построения научно-обоснованного комплекса мероприятий по борьбе с трипаносомозом [9, 17]. Диагностика трипаносомозов животных трудоемкая работа. Иногда в природных условиях клинические признаки трипаносомоза у животных не проявляется, а предлагаемые серологические реакции при некоторых условиях не дают положительных результатов [2,4].

По международным правилам, ввоз лошадей из неблагополучных по случной болезни стран разрешен только при условии исключения у них данного трипаносомоза. С этой целью, в основном, применяют серологические тесты (чаще РСК и дополнительно ИФА) микроскопию и биопробу на лабораторных животных [9, 11,12,13].

По данным Кодекса международного эпизоотологического бюро (МЭБ) во всем мире для диагностики трипаносомоза лошадей применяют реакцию связывания комплемента, а в качестве специального теста применяют методы иммунофлуоресценции и ИФА [8].

Наша страна является экспортером и импортером чистокровных лошадей, поэтому диагностика трипаносомоза приобретает особую значимость. Распространенность случной болезни лошадей в Казахстане с каждым годом растет. Причиной такого положения является завоз чистокровных лошадей из зарубежных стран, в частности, из России, без диагностических исследований.

Взятую в коневодческих хозяйствах кровь для серологических реакций от лошадей с явно выраженными клиническими признаками трипаносомоза (отеки половых органов; паралич губ, ушей, зада; керато-конъюнктивит, талерные бляшки, характерная депигментация) исследуют в РСК с использованием российского антигена, которого нет в достаточных количествах в республике, а в некоторых регионах вообще не имеется в арсенале ветеринарных специалистов. Положительно реагирующих на трипаносомоз (случную болезнь) лошадей согласно Ветеринарного законодательства направляют на убой, при этом хозяйству и частному лицу наносится огромный экономический ущерб, так как животные обычно бывают приобретены за значительное количество иностранной валюты.

Материал и методы исследований. Работа выполнялась в отделе паразитологии научно-производственного предприятия (НПП) «Антиген», коневодческих хозяйствах Северо-Казахстанской области.

В работе использованы общепринятые клинические и паразитологические методы исследований. При решении поставленных на разрешение вопросов учитывались природно-климатические особенности, условия ведения коневодства в хозяйстве, породные качества исследуемых лошадей и другие факторы.

В табунах животных подвергали клиническому обследованию с акцентированием внимания на частоту пульса и дыхания, температурную реакцию, характер окрашивания видимых слизистых оболочек, наличие отеков, паралича лицевого нерва, отвисание уха, керато-конъюнктивит, талерные бляшки.

Диагноз подтверждали микроскопическими исследованиями. Материалом для микроскопического исследования служили соскобы со слизистой оболочки вагины (кобылы) и мочеиспускательного канала (жеребца), а также экссудативные выделения из отеков и бляшек.

Соскобы из различных мест слизистой оболочки уретры брали с помощью уретральной ложки. Для этого жеребца фиксировали и вводили внутримышечно в области крупа рометар в дозе 7,5 см³ на 100 кг массы тела. Через 7-10 мин вводили уретральную ложку на глубину 5-6 см и делали 3-4 возвратно-поступательных движения по стенке уретры. После чего уретральную ложку осторожно извлекали, опускали материал в пробирку физиологического раствора рН 7,0-7,2 и закрывали резиновой пробкой.

Соскобы со стенок влагалища брали уретральной ложкой через влагалищное зеркало. Материал осторожно опускали в пробирку с 2 см³ физиологического раствора рН 7,0-7,2 и закрывали пробкой.

Экссудат из надрезов отеков и бляшек собирали шприцем, переносили в пробирку и закрывали пробкой.

Материал должен содержать некоторое количество крови. Экссудативные выделения из отеков и бляшек брали путем проколов кожи полой иглой или при помощи неглубоких надрезов кожи скальпелем.

Для серологического исследования использовали нативную или консервированную сухой борной кислотой (2-4% к объему). Отрицательный результат микроскопического исследования не может опровергнуть положительных результатов по РСК и клинического исследования.

Пробирки с соскобами и экссудатом помещали в термостат при 37 °С на 15-20 мин. Затем брали 3-4 капли из разных слоев содержимого пробирки и просматривали в темном поле микроскопа. При микроскопии обнаруживали живых трипаносом по колебанию ундулирурщей мембраны.

Из доставленных соскобов, экссудата каждого органа делали по 2 тонких мазка и высушивали на воздухе.

Мазки соскобов и экссудата фиксировали этиловым ректификованным спиртом массовой долей 96 % в течение 20-25 мин, окрашивали по Романовскому 30-50 мин (краску Гимза используют в разведеиии 1:20), промывали дистиллированной или водопроводной водой рН 7,0-7,2 до исчезновения следов краски на фильтровальной бумаге, высушивали и исследовали под иммерсионной системой микроскопа.

При микроскопии возбудитель су-ауру имеет веретенообразную форму, заостренную с переднего и слегка округленную с заднего конца. Цитоплазма трипаносом окрашивается в синевато-фиолетовый цвет, ядро - в красный, кинетопласт и жгутик - в розовый (интенсивность окрашивания зависит от времени окраски, качества краски).

Кровь для РСК брали обычным способом (из яремной вены). Отрицательные результаты при РСК не могут опровергнуть положительных результатов по клинике и микроскопическому исследованию.

Исследовали неконсервированные сыворотки, при необходимости позднего исследования сыворотки консервировали, для длительного хранения сыворотки замораживали.

Примечание. Лошади, больные су-ауру, дают положительные результаты по РСК на случную болезнь. Для дифференциальной диагностики пользуются: исследованием периферической крови (из уха) и прививкой крови белым мышам. При су-ауру трипанозомы в периферической крови обнаруживаются легко, белые мыши заражаются и возможна перепрививка от одного вида лабораторных животных другому. Возбудитель случной болезни в периферической крови лошадей и ослов не обнаруживается, материалом от больных белые мыши заражаются в виде исключения, перепрививка другим белым мышам обычно невозможна.

Просмотр мазков проводили по линии Меандра в 200 п.з. микроскопа, определяли среднюю зараженность животных в процентах.

Подбор лабораторных и сельскохозяйственных животных для проведения экспериментов проводился по общепринятой методике, в основе которой лежат требования методик биологического эксперимента. Затем формировали опытные и контрольные группы по принципу аналогов, т.е. по породности, возрасту, весу, упитанности, интенсивности роста и продуктивности. Подопытных и контрольных животных во все периоды содержали в одинаковых условиях ухода, кормления, водопоя, содержания.

Лабораторных животных (кроликов) заражали интратестикулярно биологическим материалом, содержащим живых трипаносом, в дозе 10 см³ в каждый тестикул. Начиная с 3-его дня после заражения за животными вели клинический контроль, учитывая состояние животного, а также микроскопический контроль за появлением и нарастанием паразитемии, исследуя интратестикулярную жидкость.

Материалом для получения трипаносомного антигена служил тестикулярный экссудат кроликов. Далее полученный штамм поддерживали на белых крысах и морских свинках с перезаражением 2 раза в месяц. Затем заражали собак путем внутрибрюшинного введения в среднюю треть живота вблизи белой линии живота, вводя 40 – 50 см³ цитратной крови (сборной крови от 4 – 5 крыс), в зависимости от размеров собаки.

На 2 - 3 день заражения у собак в периферической крови появляются трипаносомы, количество которых периодически нарастает или уменьшается. Собак обескровливали в момент первого накопления трипаносом, кровь собирали в широкий сосуд с 2 %-ным цитратом натрия на физиологическом растворе при постоянном помешивании стеклянной палочкой, из расчета 1 часть крови и 2 части раствора.

Центрифугирование производили в предварительно прокипяченных стаканчиках емкостью 80 – 100 мл в течение 15 – 20 минут при 3000 об/мин. В результате центрифугирования в стаканчике образуется три слоя: верхний – прозрачный, желтоватый, состоящий из плазмы и цитрата; нижний – форменные элементы крови, а на границе между ними – средний, в виде толстой рыхлой массы белого цвета, состоящий из трипаносом (рисунок 6).

Верхний слой сливали в банку, а трипаносомозную массу вынимали при помощи стеклянной палочки или шпателя и переносили в отдельную стерильную посуду. Всю собранную трипаносомную массу отмывали трехкратно в физиологическом растворе по 10 минут при 5000 об/мин.

Результаты исследований. Распространенность среди лошадей Северо-Казахстанской области случной болезни изучали клиническими и микроскопическими исследованиями в следующих коневодческих фермах:

х-во «Кашин» Тимирязьевского района – 55 лошадей;х-во «Азамат» Тимирязьевского района – 43 лошадей;село «Комсомольское» к-х «Кайнар» Тимирязьевского района – 35 лошадей;село «Москварецкое» Тимирязьевского района – 12 лошадей; ТОО «Акжан-Астык» Тимирязьевского район – 18 лошадей. Итого 163 лошадей

В табунах животных подвергали клиническому обследованию с акцентированием внимания на частоту пульса и дыхания, температурную реакцию, характер окрашивания видимых слизистых оболочек, наличие отеков, паралича лицевого нерва, отвисание уха, керато-конъюнктивит, талерные бляшки.

Диагноз подтверждали микроскопическими и серологическими исследованиями. Материалом для микроскопического исследования служили соскобы со слизистой оболочки вагины (кобылы) и мочеиспускательного канала (жеребца), а также экссудативные выделения из отеков и бляшек. Соскобы брали уретральной ложкой (жеребцы) или при помощи шпателя и предметного стекла (кобылы). Всего просмотрено 55 мазков из соскобов половых органов лошадей.

Результаты проведенных исследований показали определенную зараженность животных простейшими – трипаносомами вида Trypanosoma equiperdum из класса Zoomastigophora.

Так из 55 лошадей х-во «Кашин» было выявлено было выявлено 3 лошади подозреваемых по случной болезни, из них у 3 диагноз подтвердили (3,63 %); из 43 лошадей х-во «Азамат» была выявлена 2 лошади (2,32%), подозреваемые по случной болезни, диагноз подтвердили; из 35 лошадей хозяйства «Комсомольское» две были подозреваемые (2,85 %), у которой диагноз подтвердился; из 12 лошадей хозяйства «Москварецкое» больных лошадей не было, в хозяйстве «Оспанов» больных лошадей не было. Итого больных было 7 лошадей.

На рисунке 1 представлены результаты исследований лошадей на случную болезнь.

Рисунок 1. Распространенность случной болезни (трипаносомоза) у лошадей

Таким образом, из результатов клинических, микроскопических и серологических исследований лошадей, проведенных в некоторых хозяйствах Северо-Казахстанской области, видно, что отмечается зараженность трипаносомами вида Trypanosomaequiperdum из класса Zoomastigophora. Поэтому необходим постоянный мониторинг эпизоотической обстановки по случной болезни лошадей.

Лечение больных лошадей. За время прохождения практики мною было исследовано 163 лошади, проведено лечение 4 больных лошадей.

Животным вводили препарат Хинотрипгло подкожно или внутримышечно в дозе 1 мл на 40 кг на массы тела в виде 10%-ной суспензии разведенной на физиологическом растворе, приготовленной непосредственно перед применением. Повторно препарат вводили в той же дозе через 2-3 месяца с профилактической целью. Все лошади выздоровели.

Три лошади, которым лечение своевременно не было проведено, были вынужденно забиты (Таблица 1).

Таблица 1 - Результаты лечения лошадей препаратом Хинотрипгло при случной болезни

№	Группы лошадей	Количество лошадей	Лечение	Исход лечения
1	Больные	4	Хинотрипгло	Выздоровели
2	Контрольная	3	Нет	Вынужденно забиты

Таким образом, нами была выявлена высокая эффективность препарата Хинотрипгло.

Выделение паразитсодержащего материала, адаптация полевых штаммов Тrypanosoma equiperdum к лабораторной модели. Изучение эпизоотической обстановки по случной болезни показало определенную зараженность лошадей и потребность усовершенствования их диагностики.

Первым этапом приготовления тест-системы является выделение возбудителя случной болезни, поддержание его на небольшом количестве животных, увеличение паразитарной массы у экспериментально зараженных специфических для данного паразита животных или на лабораторных животных. Далее – выделение штамма возбудителя и приготовление антигенов из паразитарной массы.

Паразитсодержащий материал возбудителя случной болезни получали от спонтанно зараженных животных в период эпизоотического обследования коневодческих хозяйств.

Биологический материал получали из соскобов со слизистой оболочки вагины (кобылы) и мочеиспускательного канала (жеребца), а также экссудативные выделения из отеков и бляшек.

Соскобы из различных мест слизистой оболочки уретры брали с помощью уретральной ложки. Для этого жеребца фиксировали и вводили внутримышечно в области крупа рометар в дозе 7,5 см³ на 100 кг массы тела. Через 7-10 мин вводили уретральную ложку на глубину 5-6 см и делали 3-4 возвратно-поступательных движения по стенке уретры. После чего уретральную ложку осторожно извлекали, опускали материал в пробирку физиологического раствора рН 7,0-7,2 и закрывали резиновой пробкой.

Соскобы со стенок влагалища брали уретральной ложкой через влагалищное зеркало. Материал осторожно опускали в пробирку с 2 см³ физиологического раствора рН 7,0-7,2 и закрывали пробкой.

Экссудат из надрезов отеков и бляшек собирали шприцем, переносили в пробирку и закрывали пробкой. Материал должен содержать некоторое количество крови. Экссудативные выделения из отеков и бляшек брали путем проколов кожи полой иглой или при помощи неглубоких надрезов кожи скальпелем. Полученный материал вводили кроликам интратестикулярно.

Далее проводили заражение кроликов паразитосодержащим материалом возбудителя трипаносомоза лошадей (случная болезнь) - Trypanosoma equiperdum от спонтанно зараженных лошадей. Предварительный клинический диагноз подтвержден микроскопически. Пораженность при исследовании мазка составила до 7-10 паразитов в 1 п.з. микроскопа. От каждой из 17 спонтанно пораженных лошадей был взят паразитсодержащий материал и введен интратестикулярно 3 белым кроликам. Начиная с 3-его дня после заражения за животными вели клинический контроль, учитывая состояние животного, а также микроскопический контроль за появлением и нарастанием паразитемии, исследуя интратестикулярную жидкость.

Перезаражение осуществлятся с помощью шприца. Эмульсию из зараженных органов, содержащую взвесь трипаносом, осторожно набирают в шприц, после чего конец иглы закрывают кусочком ваты, смоченным 5% раствором хлорамина или спиртом. Повернув шприц иглой кверху, осторожно выпускают из него - пузырьки воздуха. Загрязненную вату бросают в банку с дезинфицирующим раствором.

Далее проводили интратестикулярное заражение другого кролика. При этом захватывали I и II пальцами семенник и вводили иглу почти под прямым углом в глубь тестикула. Объем жидкости, допустимый для введения, составлял для кроликов 15 мл в каждый семенник.

В результате был выделен и поддерживается патогенный штамм Trypanosoma equiperdum. Полученный штамм поддерживали на белых крысах и морских свинках с перезаражением 2 раза в месяц.

Одним из клинических признаков заражения был выраженнвый керато-конъюнктивит.

Отработка технологии получения трипаносомной массы. Из полученного экссудата делали по 2 тонких мазка и высушивали на воздухе.

Мазки соскобов и экссудата фиксировали этиловым ректификованным спиртом массовой долей 96 % в течение 20-25 мин, окрашивали по Романовскому 30-50 мин (краску Гимза используют в разведеиии 1:20), промывали дистиллированной или водопроводной водой рН 7,0-7,2 до исчезновения следов краски на фильтровальной бумаге, высушивали и исследовали под иммерсионной системой микроскопа.

При микроскопии возбудитель случной болезни имеет веретенообразную форму, заостренную с переднего и слегка округленную с заднего конца. Цитоплазма трипаносом окрашивается в синевато-фиолетовый цвет, ядро - в красный, кинетопласт и жгутик - в розовый (рисунок 2).

Рисунок 2. Трипаносомы в поле зрения микроскопа

Материалом для получения трипаносомного антигена служил тестикулярный экссудат кроликов, зараженных выделенным штаммом трипаносом. Далее полученный штамм поддерживали на белых мышей с перезаражением 2 раза в месяц (рисунок 3).

Рисунок 3. Заражение крысы трипаносомозом

Собак заражали внутрибрюшинно в среднюю треть живота вблизи белой линии живота, вводя 40 – 50 мл цитратной крови, в зависимости от размеров собаки.

На 2 - 3 день заражения у собак в периферической крови появляются трипаносомы, количество которых периодически нарастает или уменьшается. Собак обескровливали в момент первого накопления трипаносом, когда при микроскопическом исследовании крови их было не менее 80 в поле зрения микроскопа. Обескровливание проводили путем взятия крови из сонной артерии. При этом всю вытекающую струей кровь собирали в широкий сосуд с 2 %-ным цитратом натрия на физиологическом растворе при постоянном помешивании стеклянной палочкой, из расчета 1 часть крови и 2 части раствора.

Полученную после обескровливания собак цитратную кровь фильтровали через двойной марлевый фильтр в стерильные банки, которые затем помещали в холодильник при температуре +4°С на 24 часа. Отстоявшийся цитрат и плазму отсасывали шприцом в отдельную банку, а осадок тщательно размешивали и подвергали центрифугированию. Центрифугирование производили в предварительно прокипяченных стаканчиках емкостью 80 – 100 мл в течение 15 – 20 минут при 3000 об/мин. В результате центрифугирования в стаканчике образуется три слоя: верхний – прозрачный, желтоватый, состоящий из плазмы и цитрата; нижний – форменные элементы крови, а на границе между ними – средний, в виде толстой рыхлой массы белого цвета, состоящий из трипаносом (рисунок 5).

Верхний слой сливали в банку, а трипаносомозную массу вынимали при помощи стеклянной палочки или шпателя и переносили в отдельную стерильную посуду. Всю собранную трипаносомную массу отмывали трехкратно в физиологическом растворе по 10 минут при 5000 об/мин (рисунок 6).

Рисунок 4. Обескровливание собаки	Рисунок 5. Три слоя цитратной крови (верхний – сыворотка, средний – трипаносомы, нижний - форменные элементы крови)	Рисунок 6. Трипаносомная масса

Проведение иммунофизической очистки полученных из паразитарной массы антигенов. Для проведение иммунофизической очистки антигена, полученную трипаносомную массупромывали физиологическим раствором с центрифугированием в течении 10 минут.

Отмытую трипаносомную массу измеряли мерным цилиндром и заливали 0,5% раствором фенола на физиологическом растворе из расчета на 1 мл трипаносомной массы 9 мл раствора и разливали во флаконы. Каждая отмытая партия трипаносом, залитая 0,01%-ным раствором мертиолята во флаконы, представляет собой взвесь трипаносом.

Для получения серии антигена брали несколько взвесей и сливали в прочный, толстостенный флакон емкостью 2000см³ с широким дном (флакон предварительно до 1/6 объема заполняют стеклянными или фарфоровыми бусами). Флакон со взвесью трипаносом помещали в шуттель аппарат и подвергали шуттелированию в течение 48-52 часов; шуттелирование можно проводить непрерывно и с перерывом (только в рабочее время).

Получение антигена-экстракта из паразитарной массы путем дезинтегральной дифференциации с последующим изоионным фракционированием.

Для дифференциальной дезинтеграции паразитарной массы у трипаносом использовали диспергатор низкой частоты УЗДН-2М или промышленный ультразвуковой генератор УЗГ-2-10М С (рисунок 7).

По окончании обработки ультразвуком разрушенная паразитарная масса центрифугирлвали в течение 15-30 минут при 12-14 тыс. об/мин. По окончании центрифугирования надосадочная жидкость – представляющая собой протоплазму паразита - сливали в стерильные флаконы и хранили в холодильнике при 2-4°С для последующего фракционирования

Осадок представляющий оболочки паразитарных клеток ресуспензировали в дистиллированной воде и подвергали воздействию ультразвука при тех же режимах, только в течение 30 минут.

Обработанные ультразвуком оболочки подвергали центрифугированию при 12-14 тыс. об/мин для осаждения нерастворенных частиц клеток.

Из жидкостей, состоящих из протоплазмы и оболочек паразита, путем изионного фракционирования выделяют антигенактивные фракции.

В результате проведенных исследований было получено два вида специфичного трипаносомного антигена с рабочим титром в РСК 1:30-1:40.

Далее антиген подвергали лиофильному высушиванию и упаковке (рисунки 8,9,10,11,12 и таблица 2).

Рисунок 7. Ультразвуковая обработка	Рисунок 9. Постановка РСК	Рисунок 10. Лиофильное высушивание и упаковка антигена	Рисунок 11. Набор для диагностики случной болезни лошадей

Таблица 2

Результаты РСК с трипаносомным антигеном при трипаносомозе лошадей

№№	Сыворотка крови	Серии антигенов и титр антител
		№1	№2	№3	№4	№5	№ 6
1	Положительная	1:20	1:40	1:40	1:20	1:60	1:40
2	Отрицательная	-	-	-	-	-

Рисунок 12. Постановка реакции связывания комплемента

Заключение. Изучена технология получения получения трипаносомной массы, пути отделения трипаносом из биологического материала для последующего приготовления трипаносомного антигена.

Список использованной литературы

1. Шабдарбаева Г.С. Иммунобиологические аспекты конструирования диагностикумов на основе антиидиотипии для выявления кровепаразитозов животных//Дисс. доктора биол., Алматы, 2008, 312 с.

2. Шабдарбаева Г.С. Кровепаразитарные болезни животных (эпизоотология, диагностика)// Монография. Алматы, «S-Принт», 2012, 272 с.

3. Шабдарбаева Г.С., Ахметова Г.Д. Антиидиотипические антитела к трипаносомам. // ж. «Вестник КазНУ им. Аль-Фараби». Серия биологическая, 2005. № 3. С. 62 – 68.

4. Шабдарбаева Г.С. Адаптация антиидиотипических антител для серологической диагностики трипаносомозов//Материалы Международной научно-практической конференции, посвященной 50-летию Казахского государственного агротехнического университета им.С. Сейфуллина. Астана, 2007. С. 122 – 123.

5. Ахметсадыков Н.Н., Шабдарбаева Г.С. Разработка технологии и организация производства иммуноферментных тест-систем для диагностики трипаносомозов лошадей и пироплазмидозов животных.//Материалы 1-ой международной конференции «Астана биотех», 12-13 декабря 2008. Астана, 2008. С. 34.

6. Шабдарбаева Г.С., Кожаев А.Н. Стабилизация и хранение антиидиотипического трипаносомного антигена.//Материалы международной научно-практической конференции на тему: «Перспективные пути развития аграрного образования и науки в совете Обращений и выступлений Президента КР Бакиева К.С. по совершенствованию и модернизации образования и науки в КР», посвященной 75-летнему юбилею Кыргызского аграрного университета им.К.И.Скрябина, Бишкек, 2008. С. 211-213.

7. Ахметсадыков Н.Н., Шабдарбаева Г.С. Разработка технологии и организация производства иммуноферментных тест-систем для диагностики трипаносомозов лошадей и пироплазмидозов животных.//Материалы 1-ой международной конференции «Астана биотех», Астана, 2008. С. 34.

8. Шабдарбаева Г.С. Случная болезнь однокопытных//ж. Ветеринария, №4 (26)/2012, Алматы, 2012. С. 73-76.

9. Шабдарбаева Г.С., Ахметова Г.Д., Кожаков К. Приготовление корпускулярного антигена из крови однокопытных, зараженных трипаносомозом (Trypanosoma evansi)// ж. «Вестник Кыргызского национального аграрного университета им. К.И.Скрябина» №1 (28). 2013. Материалы Международной научно-практической конференции «Качество высшего аграрного образования – путь в международное научно-образовательное пространство», посвященной 80-летию Кыргызского национального аграрного университета им. К.И.Скрябина, май 2013 г., г.Бишкек, 2013. С. 399-401.

10. Шабдарбаева Г.С., Балғымбаева А.И., Ибажанова А.С. Тәжірибе жүзінде Trypanosoma evansi және Trypanosoma eguiperdum штамдарымен жұқтырылған зертханалақ жануарлардың ішкі мүшелерінде болатын негізгі макрскопиялық өзгерістер//«News of Modern Science» халықаралық ғылыми-практикалық конференция материалдары бойынша ғылыми мақалалар жинағы, Алматы, 2014. Б. 243-245.

11. Shabdarbaeva G., Nurgazina А. Kozhakov K., Akhmetsadykov N., Akhmetzhanova M., Аkhmetova G., Husainov D. Extraction of anti-idiotypic antibodies at Trypanosomosis of animals//j. International Scientific Publications. ISSN 1314-8591. Agruculture and Food, Volume 2, 2014. P. 403-410.

12. Шабдарбаева Г.С., Ахметова Г.Д., Кожаков К., Хусаинов Д.М., Нургазина А.С., Абеуов Х.Б., Усмангалиева С.С. Изучение эпизоотической ситуации по случной болезни лошадей в Алматинской области//ж. Известия НАН РК, Серия аграрных наук, №3, 2014 г., Алматы. С.61-66.

13. Shabdarbayeva G., Akhmetsadykov N., Akhmetova G., Kozhakov K., Khusainov D., Akhmetzhanova M., Nurgazina A. Accumulation of parasitic mass of trypanosomes//Proceedings of scientific contributions and abstracts «Infectious and parasitic diseases of animals 5th International Scientific Conference», 4 – 5 september 2014, Koshyca, Slovak Republic. Р. 387-389.

Код для цитирования: Скопировать